作者：王丽婷，刘良明，李涛，廖自福，程凤作者单位：第三军医大学：1.基础医学部中心实验室，重庆 400038；2.附属大坪医院野战外科研究所二室，重庆 400042
【关键词】 血管；插管；大鼠
实验动物的生命体征是医学动物实验中常用的观察指标，在各种实验性研究中常需要对实验动物进行血管插管来完成取血、测定血压、注射药物、生理指标监测等实验项目。对实验动物进行血管插管时，经常会出现插管脱落、刺破血管等意外，从而导致插管失败。笔者曾进行大量大鼠血管插管操作，积累了一些的经验，现介绍如下。
1血管的选择
大鼠血管插管常选用颈动脉、颈静脉、股动脉、股静脉等，颈动脉或股动脉插管常用于监测平均动脉压（map）及取血测动脉血气，静脉插管可用于给药输液［1］。
2血管插管及注意事项
2.1插管前准备
插管前备齐常用器械，包括组织钳、12.5 cm直纹式止血钳、眼科弯镊、眼科弯剪、14 cm直尖手术剪、慕丝线、动脉与静脉插管。所有器械均需高压灭菌，防止发生感染，增加大鼠死亡率而出现假阳性结果。
用3%戊巴比妥钠按1 ml/kg进行腹腔注射麻醉，注射时左手捉拿动物，将腹部朝上，头部略低于尾部，右手将针头迅速刺入左（或右）下腹部，注意刺入不易过浅，否则注入皮下麻醉效果不佳而影响插管效果。麻醉成功后将大鼠仰卧位固定，先将剪毛部位用水湿润，然后用手术剪紧贴大鼠皮肤将所需部位的毛剪去，备皮，最后进行常规消毒。
2.2插管
根据实验要求确定血管切口的部位及大小，按解剖层次逐层切开皮肤及皮下组织，暴露出血管。结缔组织采用血管钳钝性撑开，肌肉组织在肌间隙顺纤维方向作钝性分离，肌肉组织内含小血管，若需切断，应事先用血管钳作双重钳夹，结扎后才可剪断。血管、神经的分离是顺其直行方向，用玻璃分针小心分离，以减少对大鼠的刺激。血管分离完成后，应保证血管周围无筋膜、脂肪、肌肉等组织相连，避免插管时误入组织中［2］。
选择粗细合适的插管，将其内充满肝素并排尽气泡备用。插管前先穿两根丝线备用，再往分离出的血管周围滴几滴普鲁卡因使其充血，便于观察［3］。插管时，先用血管下的一根丝线结扎血管的远心端，再用动脉夹将血管的近心端夹住，其间血管长度保持至少3 cm。后在紧靠结扎线的稍下方，用眼科镊轻轻托起血管，并用眼科剪在血管上作一约45°的斜切口，切口大小不能大于管径的一半，以防血管断裂，用针头挑起血管，将准备好的插管由切口处向近心端插入，见有血液回流后，重新注入适量肝素，将三通关闭。用另一根丝线结扎固定插管尖端，同时用远心端的结扎线固定插管，将两组线系在一起以免插管脱落。
2.3插管后护理
插管后消毒，用生理盐水纱布覆盖伤口，再将其舌拉出至嘴外一侧，防止因舌后坠阻塞呼吸道。固定大鼠四肢的棉带不应过紧，以免造成肢体缺血、水肿［4］。气温较低时应给予保暖，可采用保温灯照射。术后1～2 h用肝素抽吸冲洗导管1次，防止导管堵塞，每次抽吸冲洗或采样时，先弃去回抽液，以注射器中见到血液为度，再重新注入肝素，注入的量应略大于导管容量。需大鼠及早苏醒的实验，宜从腹腔注射少量麻醉药，同时注意大鼠是否存在呼吸抑制。 观察大鼠存活的实验，要在大鼠苏醒前结扎血管，缝合皮肤，将大鼠妥善处理后，待苏醒。饲养损伤后的大鼠应注意补充水分和营养。
3插管失败的补救措施
血管插管失败，如血管刺破、断裂或插管脱出，可用纱布压迫出血点，再用止血钳夹住血管断端，钳夹要准确、牢固，少夹周围组织，然后用丝线结扎止血。止血后换用可达到同样实验目的的血管进行插管，双侧血管则换用对侧血管，无对称血管则换其它血管。例如股动脉插管失败后可选用腹主动脉，由于腹主动脉血管粗、管壁厚，动脉插管很容易完成。
【参考文献】 ［1］ 林秀来，刘良明，刁有芳，等. 复苏压力对大鼠未控制出血性休克早期复苏效果的影响［j］. 第三军医大学学报，2008，30（3）：203-206.［2］ 魏泓. 医学实验动物学［m］. 成都：四川科学技术出版社，1998. 271.［3］ 翟青新，黄丽洁，苟鹏，等. 常用实验动物全麻后的气管插管［j］. 中国比较医学杂志，2006，16（10）：624-626.［4］ 左艳芳，邱全光，郭光金，等. 提高实验动物重复利用率的方法及措施［j］. 实验动物科学与管理，2004，21（2）：55-57.（声明：本站文章仅给需要的医务工作者提供交流学习参考。翰林医学论文网免费提供。部分资源由工作人员网上搜索整理而成，如果您发现有哪部分资料侵害了您的版权，请速与我们后台工作人员联系，我们将即时删除。客服qq:88970242.后台工作qq：928333977）
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